Известия Саратовского университета.

Новая серия. Серия Физика

ISSN 1817-3020 (Print)
ISSN 2542-193X (Online)

Для цитирования:

Демина П. А., Кожевников И. О., Абрамова А. М., Горячева И. Ю. Оптическая маркировка индивидуальных клеток меланомы с использованием фотоконвертируемых микрочастиц // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Физика. 2024. Т. 24, вып. 1. С. 30-40. DOI: 10.18500/1817-3020-2024-24-1-30-40, EDN: CNJXOT

Статья опубликована на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC-BY 4.0).
Опубликована онлайн: 
01.03.2024
Полный текст в формате PDF(Ru):
скачать
(загрузок: 120)
Язык публикации: 
русский
Рубрика: 
Биофизика и медицинская физика
Тип статьи: 
Научная статья
УДК: 
535:544
DOI: 
10.18500/1817-3020-2024-24-1-30-40
EDN: 
CNJXOT

Оптическая маркировка индивидуальных клеток меланомы с использованием фотоконвертируемых микрочастиц

Авторы: 
Демина Полина Анатольевна, Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Кожевников Илья Олегович, Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Абрамова Анна Михайловна, Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Горячева Ирина Юрьевна, Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Аннотация: 

Фотоконвертируемые маркеры – полезный подход для проведения комплексных фундаментальных и прикладных исследований в медицине и биологии. Обычно используют фотоконвертируемые белки или красители, но они имеют ряд недостатков(низкая стабильность, необходимость генетической модификации и т. д.). Целью этого исследования была разработка безопасных и стабильных фотоконвертируемых маркеров для применения на клетках. Полимерные маркеры получали из полиэлектролитных микрокапсул методом гидротермального синтеза с флуоресцентным красителем родамином Б. Спектральные свойства изучали методами конфокальной микроскопии и спектрометрии. Фотоконверсия микрочастиц под действием лазерного излучения осуществлялась за счёт способности молекул родамина Б к гипсохромному сдвигу полосы излучения, катализируемому углеродными структурами, образующимися в оболочках микрочастиц во время гидротермального синтеза. Гидротермальный синтез, в свою очередь, существенно изменял размер и форму микрочастиц. Термообработанные полиэлектролитные микрочастицы обладали высокой стабильностью и ярким флуоресцентном сигналом относительно используемых клеточных красителей. Микрочастицы активно захватывались клетками линии мышиной меланомы B16F10, обеспечивая маркировку 70% всех клеток в популяции при соотношении 10 микрочастиц на клетку. При этом метаболическая активность не падала ниже 85%, а морфология и способность клеток B16F10 к синтезу меланина оставалась в пределах нормы. Было показано, что микрочастицы могут быть безопасно фотоконвертированы внутри клеток B16F10 под действием лазерного излучения. Предложенная стратегия полезна для комплексных исследований поведения отдельных раковых клеток меланомы в генетически и фенотипически гетерогенных популяциях, а также для изучения процесса метастазирования.

Ключевые слова: 
оптические метки
флуоресцентные микрочастицы
лазерное воздействие
меланин
Благодарности: 
Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (проект № 22-23-00313, https://rscf.ru/project/22-23-00313/).
Список источников: 
  1. Konen J., Summerbell E., Dwivedi B., Galior K., Hou Y., Rusnak L., Chen A., Saltz J., Zhou W., Boise L. H., Vertino P., Cooper L., Salaita K., Kowalski J., Marcus A. I. Image-guided genomics of phenotypically heterogeneous populations reveals vascular signalling during symbiotic collective cancer invasion. Nat. Commun., 2017, vol. 8, article no. 15078. https://doi.org/10.1038/ncomms15078
  2. Caires H. R., Gomez-Lazaro M., Oliveira C. M., Gomes D., Mateus D. D., Oliveira C., Barrias C. C., Barbosa M. A., Almeida C. R. Finding and tracing human MSC in 3D microenvironments with the photoconvertible protein Dendra2. Sci. Rep., 2015, vol. 5, article no. 10079. https://doi.org/10.1038/srep10079
  3. Adam V., Berardozzi R., Byrdin M., Bourgeois D. Phototransformable Fluorescent Proteins: Future Challenges. Curr. Opin. Chem. Biol., 2014, vol. 20, pp. 92–102. https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2014.05.016
  4. Pletnev S., Shcherbakova D. M., Subach O. M., Pletneva N. V., Malashkevich V. N., Almo S. C., Dauter Z., Verkhusha V. V. Orange Fluorescent Proteins: Structural Studies of LSSmOrange, PSmOrange and PSmOrange2. PLoS ONE, 2014, vol. 9, article no. e99136. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0099136
  5. Terskikh A., Fradkov A., Ermakova G., Zaraisky A., Tan P., Kajava A. V., Zhao X., Lukyanov S., Matz M., Kim S., Weissrnan I., Siebert P. “Fluorescent Timer”: Protein That Changes Color with Time. Science, 2000, vol. 290, article no. 1585. https://doi.org/10.1126/science.290.5496.1585
  6. Wachter R. M., Watkins J. L., Kim H. Mechanistic Diversity of Red Fluorescence Acquisition by GFP-like Proteins. Biochemistry, 2010, vol. 49, iss. 35, pp. 7417–7427. https://doi.org/10.1021/bi100901h
  7. Pellois J.-P., Hahn M. E., Muir T. W. Simultaneous Triggering of Protein Activity and Fluorescence. J. Am. Chem. Soc., 2004, vol. 126, pp. 7170–7171. https://doi.org/10.1038/srep10079
  8. Johansson M. K., Cook R. M. Intramolecular Dimers: A New Design Strategy for Fluorescence-Quenched Probes. Chem A Eur. J., 2003, vol. 9, iss. 15, pp. 3466–3471. https://doi.org/10.1002/chem.200304941
  9. Carlson A. L., Fujisaki J., Wu J., Runnels J. M., Turcotte R., Celso C. Lo, Scadden D. T., Strom T. B., Lin C. P. Tracking Single Cells in Live Animals Using a Photoconvertible Near-Infrared Cell Membrane Label. PLoS ONE, 2013, vol. 8, article no. e69257. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0069257
  10. Basel M. T. Lipophilic Near-Infrared Dyes for In Vivo Fluorescent Cell Tracking. In: Basel M., Bossmann S., eds. Cell Tracking. Methods in Molecular Biology, 2020, vol. 2126. Humana, New York, NY, 2020, pp. 33–43. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-0364-2_4
  11. Yeo D., Wiraja C., Chuah Y. J., Gao Y., Xu C. A Nanoparticle-based Sensor Platform for Cell Tracking and Status/Function Assessment. Sci. Rep., 2015, vol. 5, article no. 14768. https://doi.org/10.1038/srep14768
  12. Lassailly F., Griessinger E., Bonnet D. “Microenvironmental contaminations” induced by fluorescent lipophilic dyes used for noninvasive in vitro and in vivo cell tracking. Blood, 2010, vol. 115, iss. 26, pp. 5347–5354. https://doi.org/10.1182/blood-2009-05-224030
  13. Shcherbakova D. M., Sengupta P., Lippincott-Schwartz J., Verkhusha V. V. Photocontrollable Fluorescent Proteins for Superresolution Imaging. Annu. Rev. Biophys., 2014, vol. 43, pp. 303–329. https://doi.org/10.1146/annurev-biophys-051013-022836
  14. Sattarzadeh A., Saberianfar R., Zipfel W. R., Menassa R., Hanson M. R. Green to red photoconversion of GFP for protein tracking in vivo. Sci. Rep., 2015, vol. 5, article no. 11771. https://doi.org/10.1038/srep11771
  15. Gai M., Frueh J., Kudryavtseva V. L., Yashchenok A. M., Sukhorukov G. B. Polylactic Acid Sealed Polyelectrolyte Multilayer Microchambers for Entrapment of Salts and Small Hydrophilic Molecules Precipitates. ACS Appl. Mater. Interfaces, 2017, vol. 9, iss. 19, pp. 16536–16545. https://doi.org/10.1021/acsami.7b03451
  16. Shemiakina I. I., Ermakova G. V., Cranfill P. J., Baird M. A., Evans R. A., Souslova E. A., Staroverov D. B., Gorokhovatsky A. Y., Putintseva E. V., Gorodnicheva T. V., Chepurnykh T. V., Strukova L., Lukyanov S., Zaraisky A. G., Davidson M. W., Chudakov D. M., Shcherbo D. A monomeric red fluorescent protein with low cytotoxicity. Nat. Commun., 2012, vol. 3, article no. 1204. https://doi.org/10.1038/ncomms2208
  17. Zhang L., Gurskaya N. G., Merzlyak E. M., Staroverov D. B., Mudrik N. N., Samarkina O. N., Vinokurov L. M., Lukyanov S., Lukyanov K. A. Method for real-time monitoring of protein degradation at the single cell level. Biotechniques, 2007, vol. 42, iss. 4, pp. 446–450. https://doi.org/10.2144/000112453
  18. Miyawaki A. Proteins on the move: Insights gained from fluorescent protein technologies. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2011, vol. 12, pp. 656–668. https://doi.org/10.1038/nrm3199
  19. Bajpai V. K., Swigut T., Mohammed J., Naqvi S., Arreola M., Tycko J., Kim T. C., Pritchard J. K., Bassik M. C., Wysocka J. A genome-wide genetic screen uncovers determinants of human pigmentation. Science, 2023, vol. 381, article no. aede6658. https://doi.org/10.1126/science.ade6289
  20. Kopach O., Zheng K., Dong L., Sapelkin A., Voitenko N., Sukhorukov G. B., Rusakov D. A. Nanoengineered microcapsules boost the treatment of persistent pain. Drug Deliv., 2018, vol. 25, pp. 435–447. https://doi.org/10.1080/10717544.2018.1431981
  21. Sapach A. Y., Sindeeva O. A., Nesterchuk M. V., Tsitrina A. A., Mayorova O. A., Prikhozhdenko E. S., Verkhovskii R. A., Mikaelyan A. S., Kotelevtsev Y. V., Sukhorukov G. B. Macrophage In Vitro and In Vivo Tracking via Anchored Microcapsules. ACS Appl. Mater. Interfaces, 2022, vol. 14, iss. 46, pp. 51579–51592. https://doi.org/10.1021/acsami.2c12004
  22. Sukhorukov G. B., Rogach A. L., Zebli B., Liedl T., Skirtach A. G., Köhler K., Antipov A. A., Gaponik N., Susha A. S., Winterhalter M., Parak W. J. Nanoengineered Polymer Capsules: Tools for Detection, Controlled Delivery, and Site-Specific Manipulation. Small, 2005, vol. 1, iss. 2, pp. 194–200. https://doi.org/10.1002/smll.200400075
  23. Timin A. S., Gould D. J., Sukhorukov G. B. Multi-layer microcapsules: Fresh insights and new applications. Expert Opin. Drug Deliv., 2017, vol. 14, iss. 5, pp. 583–587. https://doi.org/10.1080/17425247.2017.1285279
  24. Harrington W. N., Novoselova M. V., Bratashov D. N., Khlebtsov B. N., Gorin D. A., Galanzha E. I., Zharov V. P. Photoswitchable Spasers with a Plasmonic Core and Photoswitchable Fluorescent Proteins. Sci. Rep., 2019, vol. 9, article no. 12439. https://doi.org/10.1038/s41598-019-48335-6
  25. Riehl M., Harms M., Göttel B., Kubas H., Schiroky D., Mäder K. Acid-induced degradation of widely used NIR dye DiR causes hypsochromic shift in fluorescence properties. Eur. J. Pharm. Sci., 2019, vol. 132, pp. 27–33. https://doi.org/10.1016/j.ejps.2019.02.031
  26. Li J., Ji A., Lei M., Xuan L., Song R., Feng X., Lin H., Chen H. Hypsochromic Shift Donor–Acceptor NIR-II Dye for High-Efficiency Tumor Imaging. J. Med. Chem., 2023, vol. 66, iss. 12, pp. 7880–7893. https://doi.org/10.1021/acs.jmedchem.3c00253
  27. Takemura K., Imato K., Ooyama Y. Mechanofluorochromism of (D–π–) 2 A-type azine-based fluorescent dyes. RSC Adv., 2022, vol. 12, pp. 13797–13809. https://doi.org/10.1039/D2RA02431D
  28. Volodkin D. V., Petrov A. I., Prevot M., Sukhorukov G. B. Matrix Polyelectrolyte Microcapsules: New System for Macromolecule Encapsulation. Langmuir, 2004, vol. 20, iss. 8, pp. 3398–3406. https://doi.org/10.1021/la036177z
  29. Evans N. A. Photofading of Rhodamine Dyes: III. The Effect of Wavelength on the Fading of Rhodamine B. Text. Res. J., 1973, vol. 43, iss. 12, pp. 697–700. https://doi.org/10.1177/004051757304301201
  30. Butkevich A. N., Bossi M. L., Lukinaviиius G., Hell S. W. Triarylmethane Fluorophores Resistant to Oxidative Photobluing. J. Am. Chem. Soc., 2019, vol. 141, iss. 2, pp. 981–989. https://doi.org/10.1021/jacs.8b11036
  31. Cassidy J. P., Tan J. A., Wustholz K. L. Probing the Aggregation and Photodegradation of Rhodamine Dyes on TiO2. J. Phys. Chem. C, 2017, vol. 121, iss. 29, pp. 15610–15618. https://doi.org/10.1021/acs.jpcc.7b04604
  32. Lee S. Y., Kang D., Jeong S., Do H. T., Kim J. H. Photocatalytic Degradation of Rhodamine B Dye by TiO2 and Gold Nanoparticles Supported on a Floating Porous Polydimethylsiloxane Sponge under Ultraviolet and Visible Light Irradiation. ACS Omega, 2020, vol. 5, iss. 8, pp. 4233–4241. https://doi.org/10.1021/acsomega.9b04127
  33. Zhou Y., Zahran E. M., Quiroga B. A., Perez J., Mintz K. J., Peng Z., Liyanage P. Y., Pandey R. R., Chusuei C. C., Leblanc R. M. Size-dependent photocatalytic activity of carbon dots with surface-state determined photoluminescence. Appl. Catal. B Environ., 2019, vol. 248, pp. 157–166. https://doi.org/10.1016/j.apcatb.2019.02.019
  34. Xu N., Huang H., Ouyang H., Wang H. Preparation of the heterojunction catalyst N-doping carbon quantum dots/P25 and its visible light photocatalytic activity. Sci. Rep., 2019, vol. 9, article no. 9971. https://doi.org/10.1038/s41598-019-46277-7
  35. Phang S. J., Tan L.-L. Recent advances in carbon quantum dot (CQD)-based two dimensional materials for photocatalytic applications. Catal. Sci. Technol., 2019, vol. 9, pp. 5882–5905. https://doi.org/10.1039/C9CY01452G
  36. Stepukhovich М. S., Abramova A. M., Bakal A. A., Goryacheva I. Yu. Novel degradable photocatalysts for wastewater treatment. Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2023, vol. 23, iss. 2, pp. 148–158 (in Russian). https://doi.org/10.18500/1816-9775-2023-23-2-148-158
  37. Chen F., Liu W., Li H., Deng T., Xing B., Liu F. Rhodamine Fluorophores for STED Super-Resolution Biological Imaging. Anal. Sens., 2022, vol. 2, iss. 3, article no. e202100066. https://doi.org/10.1002/anse.202100066
  38. Demina P. A., Sindeeva O. A., Abramova A. M., Prikhozhdenko E. S., Verkhovskii R. A., Lengert E. V., Sapelkin A. V., Goryacheva I. Y., Sukhorukov G. B. Fluorescent Convertible Capsule Coding Systems for Individual Cell Labeling and Tracking. ACS Appl. Mater. Interfaces, 2021, vol. 13, iss. 17, pp. 19701–19709. https://doi.org/10.1021/acsami.1c02767
  39. Sukhorukov G. B., Donath E., Davis S., Lichtenfeld H., Caruso F., Popov V. I., Möhwald H. Stepwise polyelectrolyte assembly on particle surfaces: A novel approach to colloid design. Polym. Adv. Technol., 1998, vol. 9, iss. 10–11, pp. 759–767. https://doi.org/10.1002/(SICI)1099-1581(1998100)9:10/11<759::AID-PAT48>3.0.CO;2-Q
  40. An Z., Kavanoor K., Choy M. L., Kaufman L. J. Polyelectrolyte microcapsule interactions with cells in two- and three-dimensional culture. Colloids Surfaces B Biointerfaces, 2009, vol. 70, iss. 1, pp. 114–123. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2008.12.022
  41. Gao H., Goriacheva O. A., Tarakina N. V., Sukhorukov G. B. Intracellularly Biodegradable Polyelectrolyte/Silica Composite Microcapsules as Carriers for Small Molecules. ACS Appl. Mater. Interfaces, 2016, vol. 8, iss. 15, pp. 9651–9661. https://doi.org/10.1021/acsami.6b01921
  42. Chen Y., Sukhorukov G. B., Novak P. Visualising nanoscale restructuring of a cellular membrane triggered by polyelectrolyte microcapsules. Nanoscale, 2018, vol. 10, pp. 16902–16910. https://doi.org/10.1039/C8NR03870H
  43. Brueckner M., Jankuhn S., Jülke E.-M., Reibetanz U. Cellular interaction of a layer-by-layer based drug delivery system depending on material properties and cell types. Int. J. Nanomedicine, 2018, vol. 13, pp. 2079–2091. https://doi.org/10.2147/IJN.S153701
  44. Madkhali N., Alqahtani H. R., Al-Terary S., Laref A., Hassib A. Control of optical absorption and fluorescence spectroscopies of natural melanin at different solution concentrations. Opt. Quantum Electron., 2019, vol. 51, article no. 227. https://doi.org/10.1007/s11082-019-1936-3
Поступила в редакцию: 
30.11.2023
Принята к публикации: 
20.12.2023
Опубликована: 
01.03.2024
  • 561 просмотр